Malgré les méthodes de prévention du paludisme, plus de 500 000 personnes sont décédées au cours de l'année 2014. Il est donc essentiel de trouver des solutions durables pour lutter contre le parasite responsable de la maladie, Plasmodium falciparum . Agir contre les moustiques, vecteur du parasite, est un moyen d'éradiquer la maladie. En ce sens, des recherches ont déjà permis d'éliminer les capacités de transmission du parasite par les moustiques. Néanmoins, la dispersion et la persistance de ce phénotype résistant dans les populations sauvages restent un immense défi. En effet, jusqu’ici, elle reposait sur des rejets inondatifs réguliers de moustiques résistant ou même stériles. Ces méthodes restent très longue et coûteuse car il faut élever énormément de moustiques. Les auteurs proposent ici un système de dispersion de gène (gene drive) basé sur la technique CRISPR-Cas9. Ces systèmes représentent une alternative plus efficace et moins coûteuses que les rejets inondatifs de moustiques.

Les moustiques sont modifiés au niveau du gène codant la kynurénine hydroxylase (kh). La mutagénèse de ce gène amène à la formation d'un allèle mutant récessif qui confère le phénotype yeux blanc (kh^w.
Les auteurs ont utilisés un plasmide pAsMCRkh2 portant deux gènes de résistance au parasite (m2A10 et m1C3), un marqueur fluorescent (dsRed), la caspase 9 et son promoteur induit dans les lignées germinales (vasa-cas9) et la séquence codante l'ARNg. L'ensemble de ces gènes est flanqué par deux régions répétées que l'on retrouve dans le gène cible. Ces régions permettent donc des événements de recombinaison homologue (HDR) avec le gène cible.
Ce plasmide est transformer chez le moustiques puis les individus ayant acquis le plasmide dans leur génome sont croisés avec des individus sauvages. Ces croisements sont effectués sur plusieurs générations.

Les individus dsRed⁺ ont acquis le plasmide portant les gènes de résistance. 2 mâles dsRed⁺ ont été choisit en G1 et croisés avec des individus sauvages. En G3, 99,5% des individus sont dsRed⁺ et le taux de conversion génétique est de 98,8%. Les auteurs montrent ainsi l'efficacité du système d'entrainement de gènes.
Le marqueur dsRed simplifie largement la détection du plasmide chez les individus lors des essais en laboratoire. Néanmoins cette détection nécessite une observation au microscope à fluorescence ce qui n'est pas adapté au essais sur le terrain.
De plus il ont étudiés la transcription des gènes de résistance. Elle est sous le contrôle d'un promoteur induit par le sang. Les auteurs ont montré que les gènes était bien transcrit chez les femelles entre 4h et 24h après l'ingestion de sang.

Les auteurs ont ciblé le gène kw, car il représente un indicateur phénotypique à l'origine du caractère "yeux blanc". En vue d'essais sur le terrain, il voulait identifier les individus modifiés plus facilement par la couleur de leur yeux. Cependant, les phénotypes obtenus sont trop variables et il est nécessaire de trouver un autre marqueur phénotypique plus adapté.
De plus ils ont identifiés beaucoup d’événement de réparation de l'ADN (NHEJ) dû à l'expression précoce de la Cas9 dans les lignées germinales. Cela nuit au événements HDR car la réparation de l'ADN modifie la séquence de reconnaissance de l'ARNg ce qui empêche l'action de Cas9 et l'insertion des gènes de résistance. Les auteurs proposent d'utiliser une Cas9 modifiée qui couperait plus loin ou des ARNi de cas9 ou même d'utiliser un autre promoteur inductible.
Malgré tout les auteurs semble assez frileux concernant leur méthode et finissent leur discussion en faisant la promotion des méthodes de luttes déjà existante.

Les auteurs montrent qu'en utilisant des systèmes gene drive, il est possible de contourner l'hérédité mendélienne en augmentant largement la transmission d'un gène à la descendance. Un gène a habituellement 50% de chance d'être transmis mais avec ce système la transmission d'approche des 100%. Ainsi le système gene drive, contrairement au rejets inondatifs de moustiques résistant, nécessite peut d'individus pour les rejets, car le gène se disperse très rapidement à la population sauvage.
Cependant, il faut être conscients que cette étude est prometteuse mais qu'il est encore nécessaire de tester la stabilité du gène selon le fond génétique et l'environnement des moustiques. Il serait donc intéressant de réaliser des essais sur le terrain, même en condition semi-contrôlé. Avant cela, les auteurs doivent trouver un nouveau gène cible candidat qui ferait un bon marqueur phénotypique.